Wissenschaft & Forschung

Prof. Dr.

<p>Poröse Koordinationspolymere mit anionischen Netzwerken benötigen zum Ladungsausgleich Kationen in ihren Hohlräumen. Gerade wegen dieser Ionen gibt es viele Möglichkeiten, die Eigenschaften der Moleküle zu variieren.</p>
<p>Poröse Koordinationspolymere, nach Iupac als Mof (metal-organic frameworks) bezeichnet, bestehen aus sich wiederholenden Anordnungen von metallionenbasierten Knotenpunkten, den sekundären Baueinheiten SBU (secondary building units), und polytopen organischen Liganden (Linker), die über koordinative Bindungen ein Netzwerk bilden. Das charakteristischste Merkmal von Mof, das sie von anderen Koordinationsnetzwerken unterscheidet, ist ihre nutzbare Porosität.<sup>1)</sup> Die Poren eignen sich beispielsweise für Gasspeicherung,<sup>2)</sup> Katalyse,<sup>3) </sup>Wirkstoffabgabe<sup>4)</sup> und als Sensor<sup>5)</sup>.</p><p>Bei Mof sind viele verschiedene Architekturen zugänglich,<sup>6)</sup> dabei beeinflussen die Komponenten die Anordnung. Dies ist verbunden mit dem Konzept des Crystal Engineering, bei dem sich über vorgegebene Baueinheiten Architekturen und Eigenschaften bestimmen lassen. Ein Beispiel ist das Mof NU-110E mit einer extrem großen inneren Oberfläche von 7140 m²·g<sup>–1</sup>, was bei einem Gramm des Materials ungefähr der Fläche eines Fußballfelds entspricht.<sup>7)</sup></p><h2>Isoretikulare Synthese</h2><p>Ein häufig genutzter Ansatz, um Mof zu modifizieren, ist die isoretikulare Synthese. Dabei wird die grundlegende Architektur des Netzwerks beibehalten, aber die Linkerlänge variiert. Dies vergrößert das Porenvolumen (Abbildung 1).<sup>8)</sup></p><figure><img src="https://media.graphcms.com/eb7dkKu6QPicoGv22Kae"><figcaption><label>Abb. 1: </label>Isoretikulare Methode zur Vergrößerung der zugänglichen Poren basierend auf der Verlängerung der Linker (L) unter Beibehaltung der Metallcluster (MC).</figcaption></figure>
<p>Allerdings hat diese Methode Grenzen, da bei einem zu langen Linker entweder die Gerüststruktur zusammenbricht oder sich weitere interpenetrierende Netzwerke bilden.<sup>9)</sup> So geht letztlich die Porosität des Materials verloren. Ein weiterer begrenzender Faktor sind Entwurf und Synthese der Liganden, wobei die Synthese typischerweise der aufwendigste Schritt ist. Ein alternatives Konzept ist, zwei topologisch unterschiedliche Linker mit identischen funktionellen Gruppen für die Koordination der SBUs zu kombinieren. So lässt sich nicht nur auf etliche bekannte Linker zurückgreifen, es werden auch neue Architekturen und Funktionalitäten zugänglich.</p><h2>Mof mit gemischten Linkern</h2><p>Ein typischer Weg, ternäre Mof mit unterschiedlichen Linkern aufzubauen, ist die Koordinationscopolymerisation (coordination copolymerization).<sup>9)</sup> Dabei werden die einzelnen Komponenten bei der Synthese so gemischt, dass die Entstehung zweier unabhängiger Netzwerke vermieden wird. Das erste Beispiel für die erfolgreiche Umsetzung dieses Konzepts war das Mof UMCM-1, bei dessen Synthese 1,3,5-Tris(4-carboxyphenyl)benzol und Terephthalsäure als tri- beziehungsweise ditoper Linker kombiniert wurden (Abbildung 2).<sup>10)</sup></p><figure><img src="https://media.graphcms.com/7Y0NTKKTRLNiGEModfPe"><figcaption><label>Abb. 2: </label>Koordinationscopolymerisation als Methode zum Aufbau von UMCM-1, bestehend aus Zn<sub>4</sub>O-Clustern und den Liganden 1,3,5-Tris(4-carboxyphenyl)benzol und Terephthalsäure.</figcaption></figure>
<p>Diesen Ansatz nutzten wir kürzlich, um eine neue Architektur aufzubauen. Dabei entstand das Mof Jump-1 aus Terephthalsäure, 4,4‘,4‘‘-Nitrilotribenzoesäure und Cobalt(II)-chlorid unter solvothermalen Bedingungen.<sup>11)</sup> Es entstand eine Struktur aus über Säulen verbundenen Schichtnetzwerken. Dabei bestehen die zweidimensionalen Schichten aus 4,4‘,4‘‘-Nitrilotribenzoesäure als Liganden und trinuklearen Cobalt(II)-Clustern; Terephthalsäure-Linker verbinden die Schichten miteinander (Abbildung 3).</p><figure><img src="https://media.graphcms.com/VKchBQSBQtuXYjWwS3OS"><figcaption><label>Abb. 3: </label>Schematischer Aufbau von Jump-1 über Koordinationscopolymerisation. Jump-1 besteht aus der Kombination von dreikernigen Co<sup>II</sup>-Clustern sowie den Linkern Nitrilotrisbenzoesäure und Terephthalsäure.</figcaption></figure>
<h2>Gastabhängiges Verhalten</h2><p>Dass die Poren in Mof zugänglich sind, bedeutet, dass Gastmoleküle diese freien Räume besetzen. In frisch synthetisierten Mofs sind das in der Regel Lösungsmittelmoleküle. Beim Austausch dieser Gastmoleküle sind zwei Aspekte wichtig: die Integrität des koordinativen Netzwerks und die mögliche Variation der Eigenschaften des Materials an sich. In einigen Beispielen bilden sich geladene Netzwerke, sodass die Gäste eine entsprechende Gegenladung aufweisen müssen. Dieses Phänomen zeigt sich häufig, wenn Dimethylformamid (DMF) als Lösungsmittel für die Synthese eingesetzt wird, da DMF unter solvothermalen Bedingungen durch Decarbonylierung Dimethylammoniumkationen bildet.<sup>12)</sup> Diese Kationen fungieren hierbei als Template für anionische Netzwerke. Durch Einstellen des pH-Werts lässt sich die Decarbonylierung und damit die Bildung der Kationen unterdrücken, was die Struktur des Netzwerks verändert.<sup>13)</sup> Diese Kationen lassen sich wegen ihrer Funktion als Gegenladungsträger nicht einfach entfernen und verringern daher das zugängliche Porenvolumen.<sup>14)</sup> Allerdings lassen sich die großen organischen Kationen durch kleinere anorganische ersetzen, was das zugängliche Porenvolumen wieder vergrößert. Ein solcher Gastionenaustausch geschieht bei Jump-1 bereits, wenn die kristalline Verbindung in einer gesättigten Lithiumnitratlösung lagert (Abbildung 4).<sup>11)</sup></p><figure><img src="https://media.graphcms.com/YTFECP1SxOFHXsrkVtWg"><figcaption><label>Abb. 4: </label>Darstellung des Kationenaustauschs für Jump-1 (Austausch der Dimethylammonium- gegen Lithium-Kationen).</figcaption></figure>
<p>Dabei bleibt nicht nur die ursprüngliche Gerüststruktur erhalten, sondern es verdoppeln sich auch die Porenvolumina, und die innere Oberfläche verdreifacht sich. Zudem steigt in dem mit Lithiumionen ausgetauschten Material die Zahl der Mikroporen, also der Poren, deren Durchmesser kleiner ist als 2 nm (Abbildung 5). Die Porosität ähnlicher anionischer Gerüstverbindungen lässt sich also durch die kationischen Gäste beeinflussen.<sup>15)</sup></p><figure><img src="https://media.graphcms.com/tX8dlHfbTd2CIGnFGIMC"><figcaption><label>Abb. 5: </label>Vergleich der Sorptionsdaten (links) und Porenverteilung (rechts) in Jump-1 vor und nach Lithiumionenaustausch.</figcaption></figure>
<h2>Ausblick</h2><p>Außer über Modifikation durch Austausch der in den Hohlräumen befindlichen Kationen lassen sich die Eigenschaften solcher Mofs auch anders variieren: Beispielsweise lassen sich neue Funktionalitäten einführen, wenn die Säulenliganden isoretikular durch ähnliche ditope Liganden ersetzt werden. Der zweite hier verwendete redoxaktive Triarylamin-Linker kann Radikale bilden.<sup>16,17)</sup> Damit ermöglicht er, die magnetischen Eigenschaften des Materials zu beeinflussen.</p><h2>Quergelesen</h2><p>Metal-organic frameworks (Mof) unterscheiden sich von anderen Koordinationsnetzwerken durch ihre Porosität, die sich nutzen lässt, um beispielsweise Gase zu speichern. Die innere Oberfläche von einem Gramm Mofs kann so groß wie ein Fußballfeld sein.</p><p>Um Mofs zu modifizieren, eignet sich die Koordinationscopolymerisation. Dabei werden zwei topologisch unterschiedliche Linker mit identischen funktionellen Gruppen verwendet.</p><p>Über die organischen Linker und die Moleküle, die sich in den Poren aufhalten, lassen sich die Eigenschaften eines Mof steuern.</p><h2>Vitakasten</h2><p>Oluseun Akintola studierte Chemie an der University of Ibadan, Nigeria. Zur Promotion schloss er sich dem Arbeitskreis von Winfried Plass an der Universität Jena an. Die über ein Stipendium des Evangelischen Studienwerks Villigst geförderte Arbeit schloss er im Jahr 2017 ab. Als Postdoc entwickelt er derzeit ligandbasierte redoxaktive Mofs.</p><div><img src="https://media.graphcms.com/w0mQeBhMQRudh1C4oMjj">

</div><p></p><p>Winfried Plass ist C4-Professor an der Universität Jena. Seine Forschungsschwerpunkte liegen im Bereich der Koordinationschemie und umfassen Aspekte aus der Bioanorganik, Katalyse, Koordinationspolymeren und der Magnetochemie.</p><div><img src="https://media.graphcms.com/Lpy7ixynRC7F9pdxj1Fg">

</div><p></p>
<ul><h2>Literatur</h2><li>
<sup>1 </sup>S. R. Batten, N. R. Champness, X.-M. Chen et al., Pure Appl. Chem. 2013, 85, 1715–1724.</li><li>
<sup>2 </sup>L. J. Murray, M. Dinca, J. R. Long, Chem. Soc. Rev. 2009, 38, 1294–1314.</li><li>
<sup>3 </sup>L. Ma, C. Abney, W. Lin, Chem. Soc. Rev. 2009, 38, 1248–1256.</li><li>
<sup>4 </sup>P. Horcajada, C. Serre, G. Maurin et al., J. Am. Chem. Soc. 2008, 130, 6774–6780.</li><li>
<sup>5 </sup>L. E. Kreno, K. Leong, O. K. Farha et al., Chem. Rev. 2012, 112, 1105–1125.</li><li>
<sup>6 </sup>H. K. Chae, J. Kim, O. D. Friedrichs, M. O’Keeffe, O. M. Yaghi, Angew. Chem. Int. Ed. 2003, 42, 3907–3909.</li><li>
<sup>7 </sup>O. K. Farha, I. Eryazici, N. C. Jeong et al., J. Am. Chem. Soc. 2012, 134, 15016–15021.</li><li>
<sup>8 </sup>M. Eddaoudi, J. Kim, N. Rosi et al., Science 2002, 295, 469–472.</li><li>
<sup>9 </sup>K. Koh, A. G. Wong-Foy, A. J. Matzger, J. Am. Chem. Soc. 2010, 132, 15005–15010.</li><li>
<sup>10 </sup>K. Koh, A. G. Wong-Foy, A. J. Matzger, Angew. Chem. Int. Ed. 2008, 47, 677–680.</li><li>
<sup>11 </sup>O. Akintola, S. Ziegenbalg, A. Buchholz, H. Görls, W. Plass, CrystEngComm 2017, 19, 2723–2732.</li><li>
<sup>12 </sup>A. D. Burrows, K. Cassar, R. M. W. Friend et al., CrystEngComm 2005, 7, 548–550.</li><li>
<sup>13 </sup>O. Akintola, A. Buchholz, H. Görls, A. Burkhardt, W. Plass, unveröffentlicht.</li><li>
<sup>14 </sup>J. An, N. Rosi, J. Am. Chem. Soc. 2010, 132, 5578–5579.</li><li>
<sup>15 </sup>O. Akintola, D. Hornig, A. Buchholz, H. Görls, W. Plass, Dalton Trans. 2017, 46, 8037–8050.</li><li>
<sup>16 </sup>C. Hua, A. Baldansuren, F. Tuna, D. Collison, D. M. D’Alessandro, Inorg. Chem. 2016, 55, 7270–7280.</li><li>
<sup>17 </sup>C. Hua, J.-Y. Ge, F. Tuna et al., Dalton Trans. 2017, 46, 2998–3007.</li></ul>


Artikel

Neue Funktionalitäten über Hohlräume

Poröse Koordinationspolymere mit anionischen Netzwerken benötigen zum Ladungsausgleich Kationen in ihren Hohlräumen. Gerade wegen dieser Ionen gibt es viele Möglichkeiten, die Eigenschaften der Moleküle zu variieren. Poröse Koordinationspolymere, nach Iupac als Mof (metal-organic frameworks) beze...

<p>Um zu untersuchen, welche Sekundärmetabolite bei pilzzüchtenden Termiten und in deren natürlichem Lebensraum vorkommen, nimmt eine Arbeitsgruppe aus Jena Hitze, Gestank und körperliche Arbeit auf sich. Sie will herausfinden, wie diese Stoffe entstehen und was der Mensch damit anfangen kann.</p>
<p>Der Raum hinter der Stahltür ist auf 30 °C geheizt, und er stinkt – nach einer Mischung aus Moder und nassem Hundefutter. „Schuld sind die Mikroben“, sagt Christine Beemelmanns und zeigt auf die drei Metallregale, die fast bis an die Decke reichen. Auf jedem Regalboden stehen mehrere Erlenmeyerkolben mit Flüssigkulturen für Bakterien oder Pilze, und eine Rüttelplatte pro Regalboden sorgt mit 140 Umdrehungen pro Minute dafür, dass sich Nährmedium und Sauerstoff in allen Ansätzen gut durchmischen. Alufolie verhindert, dass etwas in die Kolben fällt oder daraus austritt. Den Gestank hält sie aber nicht auf.</p><p>Die Kulturen gehören zu dem Termiten-Projekt, das Beemelmanns am Hans-Knöll-Institut in Jena gestartet hat. „Nach Geruchsstoffen suchen wir dabei eigentlich nicht“, sagt sie und lacht, „aber auch die gehören zu den Naturstoffen, die wir finden und analysieren wollen.“ Die Leiterin einer Leibniz-Nachwuchsgruppe interessiert sich für die Naturstoffe, die von pilzzüchtenden Termiten produziert werden, von deren Futterpilz und von den Bakterien, die auf dem einen oder anderen leben. Dabei geht es ihnen vor allem um kleine Moleküle, erläutert Beemelmanns: „Bei 2000 bis 2500 Dalton ist Schluss, für größere Moleküle fehlen uns die Analysenmöglichkeiten.“</p><h2>Termiten in freier Natur</h2><p>Überhaupt an diese Naturstoffe heranzukommen, erfordert harte Vorarbeit. Da Termiten normalerweise bis zu zwei Meter tief in der Erde leben, ist es schwierig bis unmöglich, ihren natürlichen Lebensraum im Labor zu imitieren. Um Proben zu nehmen, müssen Beemelmanns und ihre Mitarbeiter daher reisen: Etwa einmal pro Jahr fliegen sie mit Kooperationspartnern nach Südafrika und suchen dort nach den Insekten. Die sind, sagt Beemelmanns, dank ihrer Hügel leicht zu finden. Welche Spezies in welchem Hügel lebt, verrät schon dessen Farbe: Macrotermes natalensis baut rote, Odontotermes schwarze Hügel. Macrotermes und Odontotermes sind die am weitesten verbreiteten Gattungen, als Subkultur lebt bei beiden Mikrotermes, die man so gut wie nie alleine findet.</p><h2>Proben nehmen mit Gartengerät</h2><p>Ist geklärt, auf wessen Land der Hügel steht – „die schönsten Hügel stehen immer auf Privatgelände“, sagt Beemelmanns –, beginnt die Arbeit mit Schaufel, Hacke und Spaten. Um an die Termiten und den Futterpilz zu kommen, müssen die Forscher die Nester aufgehacken (Abbildung 1). Das liegt an ihrer Bauweise, erläutert Beemelmanns: Die Insekten vermischen zum Nestbau die Erde mit ihrem Speichel, und was dabei herauskommt, ist so hart wie Beton. Die Kammer, in der Termitenkönigin und -könig leben und für Nachkommen sorgen (Abbildung 2), ist sogar so verstärkt, dass reines Draufhacken nichts bringt – sie muss schichtweise abgetragen werden. An diese Kammer müssen die Forscher aber nur heran, wenn sie den Magen-Darm-Inhalt der Königin untersuchen wollen, und das sei zum Glück selten der Fall. Ihnen reichen die Arbeitertermiten, die überall durchs Nest wuseln.</p><figure><img src="https://media.graphcms.com/03qNNBxJTk2g9V5xrFe9"><figcaption><label>Abb. 1: </label>Aufgehackter Termitenhügel: Um Termiten oder ihren Futterpilz als Proben zu nehmen, müssen die Chemiker mitunter recht tief in die Erde.</figcaption></figure>
<figure><img src="https://media.graphcms.com/stDcvkHCQPOFrnG5huZp"><figcaption><label>Abb. 2: </label>Termitenkönigin, -könig und ihr Nachwuchs. Der Hinterleib der Königin ist wegen der Eier so dick, dass sie sich alleine kaum bewegen kann.</figcaption></figure>
<p>Zudem entnehmen sie einen Teil des Pilzes, den die Termiten in ihrem Bau als Futter züchten. Den nehmen sie direkt mit nach Jena, während die Termiten erst schockgefrostet werden und so lange bei den Kooperationspartnern in Südafrika lagern, bis die Wissenschaftler in Deutschland sie brauchen.</p><h2>Naturstoffe isolieren und identifizieren</h2><p>Um Naturstoffe aus dem Darm der Termiten zu isolieren, bekommen die Forscher voluminöse Pakete: Beemelmanns‘ Doktorand Renée Benndorf hat kürzlich 1800 Därme seziert, eine Arbeit, die er mittlerweile in zwei Tagen schafft. Vorsichtig quetscht er die Därme aus, und was sich darin befindet, löst er in einem Gemisch aus organischem Lösungsmittel und Wasser. Meist reicht ein 1:1-Mix aus Methanol und Wasser. Unlösliche Bestandteile wie Zellmaterial oder Pflanzenreste werden abzentrifugiert, die Lösung enthält dann nur noch die Naturstoffe aus dem Pilz und die, welche die Termiten in den Darm gegeben hat.</p><p>Die Lösung wird mit HPLC grobfraktioniert. Von den einzelnen Fraktionen nimmt die Arbeitsgruppe NMR-Spektren auf und untersucht sie anschließend mit Gaschromatographie. Der Gaschromatograph ist mit einem hochauflösenden Massenspektrometer gekoppelt, sodass ungewöhnliche Fragmente gleich auffallen. „Ist was Neues dabei, geht es nach der analytischen gleich in die semipräparative GC“, sagt Beemelmanns und zeigt auf die beiden Metallsäulen, von denen die analytische kaum kleinfingerdick ist. Sind die Grobfraktionen in feine getrennt, wird wieder NMR gemessen. Zuletzt gleichen die Chemiker die NMR-Spektren mit Spektren von Molekülen ab, die sie aus dem Pilz gewonnen haben und mit Spektren von Molekülen, die sie sich nach den MS-Analysen vorstellen können. Ist eine Substanz käuflich, lässt sich die Probe auch über einen Vergleich analysieren. Dabei stehen keine großen Mengen zur Verfügung: 1800 Därme liefern etwa 150 Milligramm Gesamtprobe, eine einzelne Fraktion wiegt nicht mehr als 2 Milligramm.</p><h2>Moleküle im Futterpilz</h2><p>Handelt es sich um einen Naturstoff, der sich auch im Pilz findet, ist klar, woher er kommt. Dann will Beemelmanns noch das Warum klären: Ist die Substanz gut oder schlecht für die Termite? Manche Moleküle wirken insektizid, sodass interessant wäre, wie das Insekt dagegen resistent geworden ist. Im Gegensatz zu den Termiten lässt sich der Pilz gut im Labor kultivieren, deswegen untersucht die Arbeitsgruppe auch, was er unter verschiedenen Bedingungen macht. Da er auf Kartoffelstärke und verschiedenen Zuckern kultiviert wird, ist die Laborversion nicht repräsentativ für den Pilzgarten (Abbildung 3, Seite 14). Dort wächst der Pilz schließlich auf dem Kot der Termiten. Aber ganz so sehr unterscheiden sich der natürliche und der Laborpilz dann doch nicht: Wie Transkriptomik-Daten verraten, sind unter Standardbedingungen relativ viele ähnliche Gene angeschaltet wie bei natürlichen – „nur die interessantesten nicht“, sagt Beemelmanns. Ob der Pilz für die Untersuchungen auf festem oder in flüssigem Medium kultiviert wird, ist übrigens egal: Er bildet immer weiße Krümel.</p><figure><img src="https://media.graphcms.com/jYRZ1waYSVCZGIdI9rH0"><figcaption><label>Abb. 3: </label>Der Pilzgarten in einem Termitenhügel. Hier züchten die Termiten ihr Futter, einen Pilz.</figcaption></figure>
<p>Inzwischen weiß die Gruppe recht gut, wie sich der Futterpilz im Labor verhält; nun untersuchen sie zusätzlich einen Schlauchpilz, der im Pilzgarten der Termiten mit dem Futterpilz konkurriert (Abbildung 4, Seite 14). Meistens breitet er sich aber erst aus, wenn die Termiten verschwunden sind. Und das tun sie selten. Erst, wenn die Königin stirbt, geht der Termitenstaat zugrunde. Ansonsten bauen die Termiten auch die von Menschen demolierten Nester wieder auf. So konnte kürzlich ein Kooperationspartner von Beemelmanns ein Nest zum zweiten Mal untersuchen, von dem er schon vor 25 Jahren Proben genommen hatte.</p><figure><img src="https://media.graphcms.com/YpzehMETRhb6s6REMMZQ"><figcaption><label>Abb. 4: </label>Futterpilz der Termiten im Labor kultiviert. Links nach zwei Wochen, Mitte nach sechs Wochen. Rechts: Gegenspieler des Futterpilzes. Auch er kommt im Pilzgarten der Termiten vor, breitet sich allerdings erst aus, wenn der eigentliche Futterpilz abgestorben ist. Das passiert dann, wenn keine Termiten mehr vorhanden sind.</figcaption></figure>
<h2>Auch Bakterien liefern Naturstoffe</h2><p>Neben dem, was sich im Magen-Darm-Trakt der Termiten befindet, und dem Pilz untersucht die Arbeitsgruppe die kultivierbaren Bakterien, die sich sowohl im Pilzgarten als auch im Magen-Darm-Trakt finden. „Renée hat inzwischen 200 Bakterien isoliert“, erzählt Beemelmanns, „und das sind immer noch nur Promille von dem, was eigentlich dort lebt.“ Diese Bakterien werden in ökologischen Assays vorgetestet: Stören sie den Futterpilz? Töten sie Pilze, die dem Futterpilz schaden? Mittlerweile hat die Arbeitsgruppe die kompletten Genome von zehn Proben sequenziert und weiß, dass diese eine Unmenge Sekundärmetabolite erzeugen könnten, da sie die genetischen Voraussetzungen erfüllen. Bei einigen Bakterien wissen die Chemiker, welche Stoffe sie produzieren, bei anderen nur, dass sie es tun. Bei drei Proben haben sie neue Naturstoffe gefunden, etwa die Rubterolone. „Die tauchen allerdings nicht im Termitendarm auf“, sagt Beemelmanns. „Es kann sein, dass die kultivierten Bakterien etwas anderes machen als die im Organismus.“ Überhaupt müsse man vorsichtig sein mit Schlussfolgerungen, denn die gigantische Zelldichte auf Platten gebe es in keinem ökologischen System. Prinzipiell sind die Naturstoffe aus dem Pilz und dem Magen-Darm-Trakt also eher repräsentativ für das, was in der Natur passiert, als die aus den Bakterien. Die einzigen Moleküle, die sich auch im natürlichen Umfeld in hoher Konzentration nachweisen lassen, sind – ihr Name verrät es – die Autoinducermoleküle.</p><h2>Methoden und Extraaufgaben</h2><p>Außer NMR und GC nutzt Beemelmanns‘ Arbeitsgruppe Abbaureaktionen und Modifikationen, um nachzuweisen, wie ein neu gefundenes Molekül eigentlich aussieht. So lässt sich etwa bestimmen, aus welchen Aminosäuren ein kleines Peptid besteht, und ob ein d- oder l-Zucker vorliegt. Kleine Moleküle synthetisieren sie auch, wenn sie einen Vergleich brauchen; bei großen Peptiden etwa würden eher MS/MS-Fragmente genommen und diese in silico rekonstruiert. Strukturaufklärung dauert: Eine Mitarbeiterin aus Beemelmanns‘ zehnköpfigem Team ist nur damit beschäftigt, eine andere kümmert sich fast ausschließlich um die MS-Analysen.</p><p>Ist die Struktur geklärt, gibt es noch eine Extraaufgabe: Die Forscher testen die kleinen Moleküle werden gegen humanpathogene Bakterien und Pilze, also zum Beispiel gegen Staphylococcus aureus, Candida albicans und Pseudomonas aeruginosa. Ein Standardassay benötigt ein Milligramm Reinsubstanz. Für Beemelmanns ist es „zehnmal mehr Arbeit, genügend Substanz für ein Assay zu bekommen, als überhaupt einen Treffer zu landen.“ Diese Arbeit macht sie aber gerne, sagt sie: „Es ist doch schön, wenn bei Grundlagenforschung auch noch eine Anwendung herauskommt.“</p><p>Was sie dagegen gar nicht mag, ist die Frage, ob sie Mikro- oder Evolutionsbiologin sei. „Ich bin Chemikerin“, betont sie, „aber es interessiert mich einfach, was die Naturstoffe mit den Insekten machen. Wie soll ich Naturstoffe finden, wenn ich mich nicht mit den Mikroorganismen auseinandersetze?“ Für Beemelmanns sind die Strukturen der Naturstoffe interessant, die Bioaktivität, wie sie gemacht und reguliert werden. Das wichtigste ist: Wie entstehen die Moleküle? Das Warum ist zweitrangig. Darum wird ihre Forschung nun auch eher in Richtung biochemische Synthese gehen. Aber bei den Termiten wird sie bleiben.</p><p>Nachrichten-Redakteurin Eliza Leusmann wird ab jetzt öfter durch Deutschland reisen und über die Forschung in Arbeitsgruppen berichten. Sie freut sich über Anregungen.</p>

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