Leitartikel

Die große Schwester GDCh feiert 150 Jahre chemische Gesellschaften in Deutschland. Da wird Erreichtes sichtbar gemacht und Zukunftsorientiertes angesprochen. Nichts ist aber schwieriger vorherzusagen als die Zukunft. Der Teil der Präsentation bleibt unpräzis; die Extrapolation der bisherigen Entwicklung ist schlicht irreführend, denn Rahmenbedingungen ändern sich allzu oft unvorhersehbar. Die einzige Chance erfolgreicher Zukunftsorientierung besteht daher darin, dass sich jugendliche Visionen und erfahrungsbasiertes Abwägen in gemeinsames Erarbeiten stürzen und das Ergebnis ungeteilt verantworten.Die im großen Europa eher kleinen Schwestern der älteren und zeitweise als Einzelkind zu betrachtenden großen Schwester GDCh gratulieren und sinnieren. Dass es die GDCh in der Vergangenheit vermieden hat, die kleineren Partner zu dominieren – trotz der beeindruckend großen Mitgliederzahl – ruft nach tugendhafter Fortsetzung. Die gediegene Sacharbeit, die zu fundierten und vielseitig abgesicherten Initiativen im europäischen und internationalen Kontext geführt hat, ist weiter zu pflegen. Wenn rechtzeitig Kommunikation vor Aktionen stattfindet, ist für alle – eben auch die kleinen Gesellschaften – ausreichend Erfreuliches gemeinsam durchsetzbar. Hier liegt die Chance, die Arbeitsbedingungen und das Selbstverständnis aller in der Chemie Tätigen wirkungsvoll zu unterstützen und durch Förderung des naturwissenschaftlichen und rationalen Verständnisses in der Öffentlichkeit Dienst an der Allgemeinheit zu leisten.Dazu ist zu klären, welche Aufgaben die Oldies – über die Pflege der Geselligkeit hinaus – für das operative Geschehen „ihrer“ Gesellschaft zu übernehmen haben und wo sie sich tunlichst mit Zurufen zurückhalten sollten. Für die Jungchemiker sind die konkreten Anliegen zu bearbeiten, die die gedeihliche Entwicklung für ihre Generation und darüber hinaus sicherstellen sollen. BBJa, die „Alten“ sollen den Jungen mit Rat zur Seite stehen, dabei möglichst auf gut gemeinte Belehrungen verzichten und das junge Gegenüber als vollwertigen mitarbeitenden Partner ernst nehmen. Die Jungchemiker können von den Erfahrungen der Alteingesessenen profitieren, Offenheit gegenüber neuen Ideen sowie Mut zur Veränderung sind aber unverzichtbar, um weg von einer Das-war-immer-schon-so-Mentalität zu kommen.GDCh und GÖCH zeigen bei den Zielen für die Jugend Übereinstimmungen: Schule, Universität und Industrie verbinden, junge Chemikerinnen vernetzen und sie auf den Jobeinstieg möglichst gut vorbereiten. Gemeinsame Ideen zur Gestaltung der Zukunft wurden geboren: Beispielsweise markierte die Teilnahme am deutschlandweiten Vernetzungstreffen Get Together 2015 in Hessen wohl die Geburtsstunde des österreichweiten Pendants 2016.Die Voraussetzungen sind aber unterschiedlich. Das GDCh-Jungchemikerforum ist dank guter Infrastruktur mit langjährigen Industriepartnern eine Erfolgsgeschichte. Die GÖCH-Jungchemiker müssen sich Netzwerke und das Vertrauen von Unternehmen – und der Muttergesellschaft – erst erarbeiten. Die kürzlich eingerichteten regionalen Zweigstellen sollen ausgebaut, Chemietage mitorganisiert, neue Industriepartner und aktive Mitglieder gewonnen werden – das alles mit noch sehr beschränkten Mitteln. Es kann daher nur an den Idealismus der Jungen und deren Willen appelliert werden, sich durch aktives Engagement selbst zu verwirklichen und etwas außerhalb des festgefahrenen Studienalltags zu verändern.Wenn das gelingt, können wir die Sorgen angehen, welche die junge Generation bewegen – von Klagen über die Ausbeutung von Doktoranden mancherorts oder über die zu verschulten Studiengänge, die nur Auswendiglernerei fördern statt eigenständigen Denkens. Auch eine stärkere Fokussierung auf Internationalität ist nötig. Es gibt viel zu tun. BBDr. Erich Leitner, österreichischer Chemie-Oldie Veronika Huber, österreichische Jungchemikerin<div><img src="https://media.graphcms.com/v0RVuL26TfSR4ZiIC81w">

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Meinungsbeitrag

Groß und klein, alt und jung

Die große Schwester GDCh feiert 150 Jahre chemische Gesellschaften in Deutschland. Da wird Erreichtes sichtbar gemacht und Zukunftsorientiertes angesprochen. Nichts ist aber schwieriger vorherzusagen als die Zukunft. Der Teil der Präsentation bleibt unpräzis; die Extrapolation der bisherigen Entw...

Wissenschaft & Forschung

Chemisch vermittelte Wechselwirkungen: Bakterien beeinflussen die Gestalt des Meersalats, der marinen Makroalge Ulva. Sie setzen Signalmoleküle und entwicklungsinduzierende Substanzen frei: Morphogene , welche die Keimzellen von Ulva auf einen Biofilm lotsen und dann ein Startsignal für die Gestaltbildung geben. Die Bakterien nutzen die Nährstoffe, welche die Alge erzeugt.
Mindestens genauso häufig, wie Bakterien Krankheitserreger sind, sind sie lebenswichtige Symbionten. Bakterien kommunizieren über Artgrenzen hinweg und beeinflussen die Umwelt und die Lebensweise anderer Organismen. Wie Bakterien und höhere Organismen wechselwirken, ist vielfältig. Eine Form der symbiontischen Kommunikation ist, diffusionsfähige Signalmoleküle abzugeben.In Jena kultivieren wir an der chemisch-geowissenschaftlichen Fakultät unter standardisierten Bedingungen in künstlichen Meerwassermedien1) vor allem die Alge der Art Ulva mutabilis Føyn (Locus typicus: Faro, Portugal). Der Meersalat bildet mit hoher Frequenz Entwicklungsmutanten und heißt daher mutabilis, die Veränderliche.2)Es gibt verschiedene natürlich vorkommende Mutanten, die sich in ihrer Thallusform, also dem Vegetationskörper, vom Wildtyp, der Salatblattform, unterscheiden. Sie heißen slender, long oder bubble. Unter bakterienfreien Bedingungen bildet sich nur ein undifferenzierter Zellhaufen (Abbildung 1).3)<figure><img src="https://media.graphcms.com/CrWKUeBbQyKpZAVR1crb"><figcaption><label>Abb. 1: </label>Die marine Makroalge Ulva wächst wie ein Salatblatt (A) oder bandförmig (slender, B). Unter bakterienfreien Bedingungen bildet sich ein Zellhaufen (C). <named-content>Fotos: Califano, Kessler und Wichard</named-content></figcaption></figure>
Ulva ist eine weltweit verbreitete Alge, die – oft flächendeckend – Küsten und Schiffsrümpfe besiedelt; letzteres ist als Biofouling bekannt. Wenn ungeklärte, nährstoffreiche Abwässer aus Landwirtschaft und Städten ins Meer gelangen, vermehren sich viele Ulva-Arten massenhaft an der Küste und bilden grüne Blüten.4) Alle Ulva-Arten wechseln in ihrem Lebenszyklus zwischen viergeißeligen Zoosporen und zweigeißeligen Gameten (Abbildung 2).<figure><img src="https://media.graphcms.com/swuCzjuuR8aazaGDcJmb"><figcaption><label>Abb. 2: </label>Lebenszyklus von Ulva mutabilis. Alle Ulva-Arten wechseln zwischen haploider gametophytischer und diploider sporophytischer Lebensphase. Finden die von den Gametophyten freigesetzten zweigeißeligen Gameten keinen Paarungspartner, werden sie wieder zu Gametophyten (gestrichelter Pfeil), ansonsten verschmelzen sie zu einer Zygote und bilden den Sporophyten. Der diploide Sporophyt bildet durch Meiose haploide vierfach begeißelte Zoosporen, die zu getrenntgeschlechtlichen Gametophyten heranreifen.8a)</figcaption></figure>
<h2>N-Acyl-l-homoserin-lacton</h2>Ulva vermehrt sich, indem sie frei bewegliche Gameten oder Zoosporen freisetzt. Diese schwimmen von der Mutterpflanze weg, setzen sich an Oberflächen fest und bilden neue Algen.Welche Faktoren beeinflussen die Wahl der Oberflächen für die Ansiedlung? Chemische Signale wirken über die Prokaryoten-Eukaryoten-Grenze hinweg zwischen Bakterien und Ulva, wie der Mikrobiologe Ian Joint und seine Mitarbeiter vom Plymouth Marine Laboratory in Großbritannien bereits im Jahr 2002 beschrieben haben.5) Anfänglich wurde beobachtet, dass sich auf Oberflächen, die von Bakterien besiedelt waren, mehr Ulva-Zoosporen festsetzten als auf sauberen. Die Zahl der niedergelassenen Zoosporen stieg proportional mit der Größe der Bakterienpopulation. Dies legte einen spezifischen Mechanismus nahe.Dieser Auswahlprozess beruht auf bakteriellen N-Acyl-l-homoserin-lacton(AHL)-Signalmolekülen.5) Biofilme des Meeresbakteriums Vibrio anguillarum locken Zoosporen an, Mutanten mit defekter AHL-Produktion dagegen nicht.6) Siedlungstests mit Escherichia coli, die rekombinante AHL-Synthase-Gene exprimieren, zeigen außerdem: Die Besiedlung nimmt nur zu, wenn AHLs produziert werden. Das Schwimmverhalten der Zoosporen ändert sich, sobald sie AHLs wahrnehmen. Dabei sinkt die Schwimmgeschwindigkeit dramatisch, es entsteht eine Trudelbewegung, und die Zoosporen häufen sich an der Stelle der AHL-Produktion.7) Diese Reaktion von einzelligen Organismen auf Chemikalien heißt Chemokinese.<h2>Bakterienfreie Kulturen</h2>Um zu erforschen, wie algale und bakterielle Metaboliten die Gemeinschaftsbildung von Organismen verschiedener Arten in einem abgegrenzten Lebensraum (Biozönose) beeinflussen, sind bakterienfreie Kulturen notwendig.8a) Wir nutzen dazu die beweglichen zweigeißeligen Algengameten, die anders als die Zoosporen schnell einer Lichtquelle entgegen schwimmen und nicht auf AHLs reagieren. Dabei lassen sie alle Bakterien hinter sich. Die so erhaltenen bakterienfreien Gameten entwickeln sich zu einem langsam wachsenden, undifferenzierten Zellhaufen mit blasenartigen Ausstülpungen, der nicht an die normale Gestalt von Ulva erinnert (Abbildung 1).Diese Gameten sind der Ausgangspunkt, um Interaktionen im Biofilm und den streng kontrollierten Prozess der Morphogenese zu untersuchen, in dem die Form des mehrzelligen Organismus entsteht. Werden die marinen Bakterien Roseovarius sp. (Isolat MS2) und Maribacter sp. (Isolat MS6) zugefügt, entwickelt Ulva wieder ihr normales Aussehen. Die gleichen spezifischen Bakterien aktivieren dabei immer die vorbestimmte Erscheinung, etwa den Wildtyp oder slender (Abbildung 1).<h2>Dreiecksbeziehung zwischen Bakterien und Alge</h2>Zwei Bakterienstämme reichen, um die vollständige Gestaltbildung von U. mutabilis in einer Dreiecksbeziehung zu aktivieren: Maribacter sp. und Roseovarius sp. (Abbildung 3, S. 872).3,8) In der Symbiose scheidet Maribacter sp. einen phytohormonartigen Stoff aus, der für die Differenzierung von Stamm- und Rhizoidzellen essenziell ist und das Streckungswachstum sowie die Zellwandbildung von Blattzellen reguliert.3) Anschließend sondert die keimende Ulva Nährstoffe und Signalmoleküle ab. Bewegungsfähige Roseovarius-Zellen reagieren chemotaktisch auf die Signale; sie bewegen sich in Richtung der Keimlinge und siedeln in der Umgebung des Haftorgans.3)<figure><img src="https://media.graphcms.com/BzKnt4XWTYWRD02xlHIZ"><figcaption><label>Abb. 3: </label>Dreiecksbeziehung. Bakterienfreie Gameten werden durch PCR-basierte Techniken wie die Denaturierungsgradienten-Gelelektrophorese überprüft (Reinigungsschritte 1–3). Nach Zugabe von Bakterien zeigen sich die morphogeneseinduzierenden Eigenschaften, und Exo-Metabolom-Studien lassen sich unter kontrollierten Bedingungen durchführen. Solche Studien haben etwa Glycerol als Kohlenstoffquelle nachgewiesen. Die mikroskopischen Bilder (links) zeigen axenisch und normal entwickelte zwei bis drei Wochen alte Keimlinge von Ulva (Maßstab 100 µm). Der Score-plot (rechts) illustriert, dass sich verschiedene Entwicklungsphasen der Dreiecksbeziehung durch Biomarker (Vektorpfeile) beschreiben lassen.17,9)</figcaption></figure>
Erste Untersuchungen haben gezeigt, dass Dimethylsulfoniumpropionat, das von Ulva an die Umgebung abgegeben wird, als Lockstoff für Roseovarius wirkt.8b) Nachdem sich die Partner gefunden haben, fördert ein Roseovarius-Faktor die Teilung der Blattzellen und regelt das Entstehen der charakteristischen Ulva-Blattform.3) Im Gegenzug versorgt die Alge das Bakterium mit Glycerol als Kohlenstoffquelle.9) Unter diesen kontrollierten Bedingungen führt die Kommunikation zwischen den zuerst bakterienfreien jungen Keimlingen und den Bakterien zu einem Biofilm in seiner einfachsten Form.In diesem im Labor nachgestellten biologischen System wollen wir den chemischen Cocktail untersuchen, der die Kommunikation zwischen Bakterien und Ulva vermittelt (cross-kingdom cross-talk). Mit analytisch-chemischen und genetischen Untersuchungen der Mikroben und Algen sowie biotestgeleiteter Isolierung bioaktiver Moleküle wird die Chemosphäre von Ulva erforscht. Dies ist der Raum, von dem angenommen wird, dass in ihm chemische Interaktionen zwischen Organismen stattfinden (Abbildung 3).<h2>Morphogene Substanzen</h2>Eine morphogeneseinduzierende Substanz, das Thallusin, findet sich in Bakterien, die in Gesellschaft mit der marinen Grünalge Monostronum oxyspermum leben. Reines Thallusin induziert die Entwickung von M. oxyspermum, sogar bei niedrigen effektiven Konzentrationen von 1 ag·mL–1.10,11) Aber nur das Enantiomer (–)-Thallusin ist hochaktiv.12) Analoga wie der Trimethylester sind deutlich weniger aktiv,13) die freien Carboxygruppen und Picolinsäure-Einheiten scheinen somit unverzichtbar für die starke biologische Aktivität.13)Morphogene wirken bei sehr niedrigen Konzentrationen und sind deshalb schwierig zu isolieren. Es gibt aber Hinweise, dass auch bei U. mutabilis Thallusin eine Rolle bei der algalen Entwicklung spielt.14) Steril filtriertes Wasser aus der Lagune Ria Formosa in Portugal enthält nicht nur während der massenhaften Verbreitung von Ulva, sondern auch unter normalen Bedingungen Faktoren, welche die vollständige Morphogenese von U. mutabilis ermöglichen.15) Zurzeit laufen Untersuchungen zur Strukturaufklärung dieser Morphogene. Laborbeobachtungen der Dreiecksbeziehung zwischen Ulva und ihren Bakterien lassen sich also auf komplexe marine Systeme übertragen, was ihre ökologische Relevanz belegt.<h2>Metallophore</h2>Damit sich eine stabile Lebensgemeinschaft entwickelt, sorgt Ulva für die notwendigen Kohlenstoffquellen, sobald die Bakterien die algale Entwicklung auf dem Biofilm induzieren. In einem weiteren Schritt müssen die Bakterien essenzielle Spurenelemente wie Eisen im marinen Habitat durch Metallophore rekrutieren (Abbildung 4).<figure><img src="https://media.graphcms.com/FxXFUnNoSem8dqmVawWa"><figcaption><label>Abb. 4: </label>Abb. 4. Arbeitsmodell zur Untersuchung der Lebensgemeinschaft zwischen Ulva und ihren assoziierten Bakterien. Für die Interaktionen sind der Austausch von Nährstoffen, morphogenetischen Substanzen und von essenziellen Spurenelementen wesentlich.17)</figcaption></figure>
Um die Substanzklasse metallkomplexierender Verbindungen in einer komplexen Matrix identifizieren zu können, dotieren wir das Kulturmedium oder Extrakte mit stabilen Metallisotopen wie 54Fe und 58Fe im Verhältnis 1:1.16) Dadurch entstehen Isotopensignaturen im Massenspektrum der Metallkomplexe, die sich nach LC-MS-Analyse mit Software-Tools leicht identifizieren lassen (Abbildung 5): Dies sind zum einen Kandidaten für Metallophore, zum anderen weitere gelöste organische Substanzen (dissolved organic matter, DOM), die Metalle komplexieren und die Bioverfügbarkeit und Toxizität von Spurenelementen beeinflussen.<figure><img src="https://media.graphcms.com/v9s7qOxnRa2U13FAZpTY"><figcaption><label>Abb. 5: </label>Nach Dotierung des Kulturmediums von Bakterien, die aus der Lebensgemeinschaft mit Ulva stammen, mit den stabilen Isotopen 54Fe und 58Fe lassen sich potenzielle Metallophore über ihr spezifisches Isotopenmuster aus dem Totalionenstrom-Chromatogramm (schwarze Linie) extrahieren (violette Linie). Einschub: Δ4 ist die Massendifferenz im Massenspektrum des eisenkomplexierenden Molekülions, [M+H]+.17)</figcaption></figure>
Bakterien können zu einer besseren Versorgung von Ulva beitragen, indem sie Metallophore in das Substrat abgeben und nach Ligandentausch mit dem DOM stabile Metallkomplexe bilden, die dann die Makroalge nutzen kann.17) Bakterielle Metallophore sind daher vermutlich von großer Bedeutung für stabile Bakterien-Algen-Interaktionen.<h2>Ausblick</h2>Welche Signaltransduktionsketten werden durch die bakteriellen Morphogene aktiviert, und wie tragen Bakterien zur Entstehung differenzierter multizellulärer Makroalgen und ihrer Formgebung bei? Um diese Fragen zu beantworten, planen wir gezielte biotestgeleitete Untersuchungen, Transkriptom- und Metabolomanalysen sowie gentechnische Ansätze. Genetische Transformationen von Ulva werden genutzt, um die Interaktionen mit Bakterien zu untersuchen.18) Ungerichtete Insertionsmutagenese erzeugte Entwicklungsmutanten von U. mutabilis, die mit den Bakterien nicht mehr kommunizieren können. Diese Transformanten sind gute Ausgangspunkte, um die Signalwege der Morphogene zu identifizieren und die bioanalytischen Studien zu vervollständigen.<h2>Quergelesen</h2>Der weltweit verbreitete Meersalat Ulva entwickelt seine normale Gestalt nur in Anwesenheit der richtigen Bakterien. Sie helfen, den richtigen Siedlungsort zu finden, und induzieren die Gestaltbildung der Algen.Mit bakterienfreien Kulturen lassen sich chemisch vermittelte Interaktionen zwischen der Alge und ihren Bakterien untersuchen.Mit biotestgeleiteten Fraktionierungen bioaktiver Substanzen, die mit Exo-metabolom-Analysen kombiniert werden, lässt sich die Chemosphäre untersuchen, in der chemische Interaktionen zwischen Organismen stattfinden.<h2>Vitakasten</h2>Thomas Wichard, Jahrgang 1976, studierte Biochemie an der Universität Regensburg und promovierte im Jahr 2006 bei Georg Pohnert am Max-Planck-Institut für Chemische Ökologie in Jena. Nach Postdoc-Aufenthalten von 2006 bis 2008 an der École polytechnique fédérale de Lausanne und an der Princeton University wurde er 2009 Arbeitsgruppenleiter am Institut für Anorganische und Analytische Chemie der Universität Jena. Seit 2014 ist er Projektleiter im Sonderforschungsbereich „ChemBioSys“ und Teil des Europäischen Netzwerkes Phycomorph. Er erforscht Wechselwirkungen zwischen Eukaryonten und Prokaryonten auf der Basis von Infochemikalien. <email><a href="mailto:Thomas.Wichard@uni-jena.de">Thomas.Wichard@uni-jena.de</a></email><div><img src="https://media.graphcms.com/WYWecRPPQfqgTgNqelmm">

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<ul><h2>Literatur</h2><li>
1 Der Deutschen Forschungsgemeinschaft (SFB 1127, Chemical mediators in complex biosystems) und der Jena School for Microbial Communication danke ich für die großzügige Unterstützung unserer Arbeiten.</li><li>
2 T. Wichard, W. Oertel, J. Phycol. 2010, 46, 248–259.</li><li>
3 A. Løvlie, CR Trav. Lab. Carlsb. Comptes. 1964, 34, 77–168.</li><li>
4 M. Spoerner, T. Wichard, T. Bachhuber, J. Stratmann, W. Oertel, J. Phycol. 2012, 48, 1433–1447.</li><li>
5 V. Smetacek, A. Zingone, Nature 2013, 504, 84–88.</li><li>
6 I. Joint, K. Tait, M. E. Callow et al., Science 2002, 298, 1207–1207.</li><li>
7 K. Tait, I. Joint, M. Daykin et al., Environ. Microbiol. 2005, 7, 229–240.</li><li>
8 G. L. Wheeler, K. Tait, A. Taylor, C. Brownlee, I. Joint, Plant Cell Environ. 2006, 29, 608–618.</li><li>
9 a) T. Wichard, Front. Plant. Sci. 2015, 6, 86; b) R. W. Keßler, A. Weiß, S. Kügler, T. Wichard, unveröffentlicht.</li><li>
10 T. Alsufyani, A. Weiss, T. Wichard, Mar. Drugs 2017, 15, 14.</li><li>
11 Y. Matsuo, H. Imagawa, M. Nishizawa, Y. Shizuri, Science 2005, 307, 1598–1598.</li><li>
12 X. Gao, Y. Matsuo, B. B. Snider, Org. Lett. 2006, 8, 2123–2126.</li><li>
13 H. Yamamoto, Y. Takagi, T. Oshiro et al., J. Org. Chem. 2014, 79, 8850–8855.</li><li>
14 M. Nishizawa, T. Iyenaga, T. Kurisaki et al., Tetrahedron Lett. 2007, 48, 4229–4233.</li><li>
15 T. Wichard, unveröffentlicht.</li><li>
16 J. Grueneberg, A. H. Engelen, R. Costa, T. Wichard, PLoS One 2016, 11:e0146307.</li><li>
17 M. Deicke, J. F. Mohr, J.-P. Bellenger, T. Wichard, Analyst 2014, 139, 6096–6099.</li><li>
18 T. Wichard, Front. Mar. Sci. 2016, 3, 131.</li><li>
19 W. Oertel, T. Wichard, A. Weissgerber, J. Phycol. 2015, 51, 963–979.</li></ul>

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