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Seit dreieinhalb Jahren arbeiten sechs Fraunhofer-Institute an der Direkt-Ethanol-Brennstoffzelle (DEFC). Sie ist für tragbare Anwendungen wie Notebooks und Handys gedacht und arbeitet in einem Temperaturbereich von 30  bis 50 °C. Gegenüber der Direkt-Methanol-Brennstoffzelle, die bereits auf dem Markt ist, hat die DEFC mehrere Vorteile: Ethanol ist weniger toxisch als Methanol und hat eine höhere Energiedichte. Zudem lässt sich Ethanol aus nachwachsenden Rohstoffen wie Zuckerrüben, Zuckerrohr oder Holzhackschnitzeln gewinnen.
In einer DEFC oxidiert die Anode das in Wasser gelöste Ethanol. Dabei entstehen Protonen, die durch eine Membran diffundieren und an der Kathode zu Wasser reagieren. Die bei Brennstoffzellen bisher eingesetzte Protonen-Austausch-Membran aus Nafion lässt Ethanol durch (Crossover). Ethanol im Kathodenraum führt jedoch zu einem Mischpotential aus den Standardpotentialen für Sauerstoff (1,23 V gegen die Standard-Wasserstoffelektrode) und Ethanol (— 0,2V), dadurch sinkt die Spannung der Brennstoffzelle. Ursache für die hohe Permeabilität für Ethanol (110 m·s—2) ist, dass Nafion in wässriger Ethanollösung quillt: Das Volumen des Polymers nimmt zu, und Hohlräume entstehen, durch die Ethanol diffundiert.
Das Fraunhofer-Institut für Grenzflächen- und Bioverfahrenstechnik (IGB) entwickelte deshalb eine neue Kompositmembran für Direkt-Ethanol-Brennstoffzellen (DEFC). ”Bei den Membranen mussten wir einen Kompromiss aus Leitfähigkeit und Quellung finden,“ erläutert der Chemiker Thomas Schiestel vom IGB. Er leitete die Entwicklung der Membran.


<h2>Ethanolundurchlässig und protonenleitend</h2>
Die Membran des Fraunhofer-IGB besteht aus einem anderen Kunststoff in dem Nanopartikel eingearbeitet sind. Sie quillt kaum und ist annähernd ethanolundurchlässig. Bei dem Polymer handelt es sich um sulfoniertes Polyetheretherketon (sPEEK). Der Sulfonierungsgrad bestimmt die Protonenleitfähigkeit. sPEEK ist kostengünstiger als Nafion, nichtfluoriert und bei höheren Ethanolkonzentrationen einsetzbar. Zudem weist sPEEK eine etwas geringere Permeabilität für Ethanol auf als Nafion.
Allerdings ist für die erwünschte hohe Protonenleitfähigkeit ein hoher Sulfonierungsgrad erforderlich und mit zunehmender Zahl an Sulfonsäuregruppen steigt die Hydrophilie — ein unerwünschter Effekt: Die Membran adsorbiert mehr Wasser und Ethanol, die Polymerstruktur schwillt an, und der Cross-Over von Ethanol steigt. Zudem dringt Ethanol in die hydrophoben Bereiche des Polymers ein, die für die Stabilität der Membran verantwortlich sind.
Um die Quellung zu dämpfen und die Stabilität zu erhöhen, haben die Forscher 15 bis 30 Gewichtsprozent Silliciumdioxid-Nanopartikel zugefügt und mit Tetraethoxysilan (TEOS) vernetzt. Die Ethanoldurchlässigkeit ist aufgrund der gedämpften Quellung geringer. Schiestel erklärt das Wirkprinzip so: ”Die vernetzten Nanopartikel umklammern die Polymerketten und wirken der Quellung entgegen.“ Die Protonenleitfähigkeit senken die Nanopartikel nicht wesentlich. Der Vorteil der Membran besteht in dem günstigen Verhältnis aus Leitfähigkeit und Ethanol-Permeabilität.
Wann es die DEFC zu kaufen gibt, hänge nicht an der Membran, sagt Schiestel, denn ”unsere Nanopartikel-sPEEK-Membran erfüllt bereits wesentliche Anforderungen.“ Nun müssen die anderen Komponenten nachziehen.
Johannes Wygasch, Frankfurt



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1 

 
K. S. Roelofs, 
T. Hirth, 
T. Schiestel, 
<source>J. Membr. Sci. 
(2010), 
346, 
215–<lpage>226</lpage>.
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2 

·The Power of Ethanol — Fraunhofer-Team Direkt-Ethanol-Brennstoffzelle, Fraunhofer-Gesellschaft, 2007.
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Artikel

Eine Membran für Ethanol

Seit dreieinhalb Jahren arbeiten sechs Fraunhofer-Institute an der Direkt-Ethanol-Brennstoffzelle (DEFC). Sie ist für tragbare Anwendungen wie Notebooks und Handys gedacht und arbeitet in einem Temperaturbereich von 30  bis 50 °C. Gegenüber der Direkt-Methanol-Brennstoffzelle, die bereits auf dem...

Mittlerweile stammen viele Produkte für Diagnostik und Therapie aus Zellkulturen tierischer und humaner Stellen. Die regenerative Medizin und ihr Teilbereich Tissue Engineering nutzen humane Zellen für neuartige Therapien, etwa für Knorpel-, Knochen- oder Hautersatz. Auch Testsysteme für Wirkstoffe und Chemikalien basieren auf Zellkulturen, z. B. Hautmodelle für Kosmetika, Tumormodelle für die Krebstherapie oder Leberzellen für den Fremdstoffmetabolismus.
Allerdings treten erhebliche Schwierigkeiten bei der Kultivierung tierischer oder humaner Zellen außerhalb eines lebenden Organismus auf, also in vitro. Der Grund dafür ist, dass die Zellen aus einem komplexen Gewebeverbund im Körper in eine Einzelzellkultur in einer Flasche oder einen Bioreaktor überführt werden.1,2)
Die Anfänge der Zellkulturtechnik reichen bis zum Ende des 19. Jahrhunderts zurück, als es Wissenschaftlern wie Wilhelm Roux oder Ross Granville Harrison gelang, Säugetieren entnommenes Gewebe in Kulturflaschen (daher: in vitro, ”im Glas“) am Leben zu halten. In der Forschung stand im Vordergrund, die erforderlichen Arbeitstechniken zu etablieren. Außerdem galt es, grundsätzliche biochemische und biophysikalische Vorgänge bei Zellwachstum und Zellteilung zu untersuchen. Erst als man Anfang der sechziger Jahre des 20. Jahrhunderts begann, virale Impfstoffe aus Zellkulturen zu gewinnen, setzte die großtechnische Nutzung ein. Mittlerweile beziffert sich das Marktvolumen für Wirkstoffe, die mit tierischen Zellen produziert werden auf etwa 50 Mrd. US-Dollar pro Jahr.
Die Bioprozesstechnik liefert Kultivierungssysteme und Bioreaktoren, welche den besonderen Anforderungen tierischer und humaner Zellen (Abbildung 1) Rechnung tragen.3


<h2>Wirkstoffproduktion</h2>
 Die rote Biotechnik umfasst Anwendungen in der Medizintechnik und der Pharmaherstellung — Diagnostika, Impfstoffe oder Therapeutika — sowie die Techniken für deren Entwicklung und Produktion. Bioreaktoren mit bis zu 15 000 Litern Fassungsvermögen produzieren monoklonale Antikörper (z. B. für die Onkologie oder die Tumortherapie), Medikamente aus rekombinanten Zellen (z. B. Erythropoietin gegen Anämie) oder virale Impfstoffe. Weitere therapeutische Wirkstoffe sind zu erwarten, mit denen sich insbesondere Krebs und bakterielle Infektionen bekämpfen lassen oder die der Immunmodulation dienen.
Trotz aller Fortschritte ist die Entwicklung von Kultivierungsprozessen mit Säugerzellen oft immer noch ein empirischer, auf Erfahrungen basierender Prozess, denn das qualitative, insbesondere aber das quantitative Verständnis für die intrazellulären Vorgänge sowie deren Regulation ist nach wie vor sehr lückenhaft. Vor dem Hintergrund steigender Kosten im Gesundheitswesen und des zunehmenden Wettbewerbs zwischen den pharmazeutischen Unternehmen (z. B. durch das Auslaufen des Patentschutzes einiger umsatzstarker Wirkstoffe und die Entwicklung von Biogenerika) verlangen Wirtschaft und Gesellschaft von der Industrie, pharmazeutische Wirkstoffe mit tierischen Zelllinien deutlich effizienter zu entwickeln und herzustellen.
Optimierte Zellen und Wachstumsmedien (Abbildung 2) sowie die Wahl besserer Reaktionssysteme und eine Prozessführung mit hohen Raum-Zeit-Ausbeuten machen Zellkulturprozesse effektiver. Vor allem die Prozessführung hat bislang nur wenig Beachtung gefunden, da es zunächst galt, die mit der Zell-, Medien- und Reaktorentwicklung verbundenen Probleme zu lösen. Fragen zur Effizienz von Varianten der Prozessführung, etwa kontinuierlicher Verfahren im Vergleich zum Batch-Betrieb, wurden deshalb oft nur qualitativ diskutiert. Dazu kommt: Prozessführungsstrategien umfassend experimentell zu bewerten, ist häufig sehr zeit- und kostenintensiv. Die Bioprozesstechnik sollte hier dem Beispiel anderer Bereiche der Verfahrenstechnik folgen und sich bei Auslegung und Optimierung der Prozessführung auf mathematische Modelle stützen. Dies gilt insbesondere für komplexere Prozessführungsstrategien (Fed-batch-fed-batch, Perfusion-Prozesse usw.).
Darüber hinaus sind Ausbildungskonzepte gefordert, die Fachkräfte hervorbringen, die über Know-how zu Planung, Auslegung und Betrieb biotechnischer Produktionsprozesse verfügen. Die biotechnische Aus- und Weiterbildung muss ein Verständnis für die meist instationären Operationen und Prozessabläufe schaffen, z. B. für den zeitlichen Verlauf einer Kultivierung im Bioreaktor.4 Derartige Kenntnisse allein mit klassischen Methoden wie Vorlesung, Seminar oder Praktikum zu vermitteln, ist nur bedingt möglich. Ein neuer Ansatz zur Verbesserung der Kenntnisse ist die Trainings-Software Bioprozesstrainer von Hass und Pörtner.4)


<h2>Humane Zellen als Produkte</h2>
Die regenerative Medizin ist mit ihrer Teildisziplin Tissue Engineering ein interdisziplinäres, innovatives und stark expandierendes Forschungsgebiet. Ihr Ziel ist es, zerstörte oder funktionsgestörte Zellen, Gewebe oder Organe vollständig und schonend wiederherzustellen. Für erfolgreiches Tissue Engineering müssen zellphysiologische und medizinische Fragen gelöst werden, außerdem stellt es hohe Anforderungen an die Kultivierungstechnik (Bioreaktordesign und -betrieb, Mess- und Regelungstechnik) und an die biokompatiblen Materialien. Auch wenn allgemein anerkannt ist, dass die ingenieurtechnische Komponente für eine Erfolg versprechende Entwicklung von künstlichen Geweben bedeutend ist, wird sie von Forschung und Anwendung immer noch vernachlässigt.
Ein Beispiel für Bioreaktoren im Tissue Engineering ist die Knorpelzucht in Kultivierungssystemen, welche die Belastungsvarianten im menschlichen Knie wie Druck, Kompression, Scherung oder Reibung nachbilden (Abbildung 3). So ließen sich die mechanischen Eigenschaften des kultivierten Knorpels unter Druck- und Kompressionsbelastung erheblich steigern.5
Das Potenzial der regenerativen Medizin und des Tissue Engineerings ist nach wie vor gut, wenn sich auch die hohen Erwartungen, die noch Mitte der 90er Jahre herrschten, nicht erfüllt haben. Ein wesentlicher Grund dafür ist, dass sich die biologischen Vorgänge und Mechanismen in den Geweben und zwischen den Zellen als weit komplexer herausstellten als gedacht. So waren bislang die Erwartungen etwa an Biomaterialien oder an Bioreaktorkonzepte nur teilweise realisierbar: Bislang ist es nur bedingt gelungen, die komplexen Zusammenhänge in Geweben nachzubilden. So ist die Vaskularisierung (Blutgefäßbildung) von gezüchteten Geweben nach wie vor ein großes Problem. Auch die Kultivierung mehrere Zelltypen, wie sie im natürlichen Gewebe vorliegen, erweist sich im Bioreaktor als schwierig.
Hier ist ein tieferes Verständnis der komplexen Zusammenhänge in den Geweben erforderlich. Das Ziel muss sein, über die Generierung von Geweben in vitro das Zusammenspiel zwischen Zellen, Gewebematrix und Milieubedingungen (z. B. Wachstumsfaktoren) so gut zu verstehen, dass die Regeneration eines defekten Gewebes in vivo möglich wird.


<h2>Wirkstoffe zellbasiert testen</h2>
Die Entwicklung neuer Arzneimittel, aber auch Regularien wie das europäische Reach-Programm zur Registrierung, Bewertung und Zulassung von Chemikalien erfordern viele neue Tierversuche. Sie sind nicht nur ethisch fragwürdig, sondern ihre Ergebnisse sind auch nur bedingt aussagekräftig in Bezug auf die Wirkung von Xenobiotika im menschlichen Organismus. Eine Alternative sind Tests an menschlichen Zellkulturen. Die heute üblichen 2D-Kulturen in Zellkulturplatten, in denen die Zellen in einer einlagigen Schicht wachsen, sind Tierversuchen aber nur selten gleichwertig, neue In-vitro-Testsysteme auf der Basis von 3D-Gewebekulturen humaner Zellen, bei denen die Zellen in einer meist offenporigen Matrix in einem Zellverband wachsen (z. B. als Mikro-Organoide) dagegen schon.6
Gewebekulturen bieten aus mehreren Gründen einen höheren Patientenschutz: In der Entwicklung neuer therapeutischer Wirkstoffe ist bis heute nicht mit ausreichender Sicherheit vorhersagbar, ob ein Medikament unerwünschte oder toxische Wirkungen im menschlichen Organismus hat. Bei vielen neuen Wirkstoffen treten unerwünschte Reaktionen oft erst nach der Zulassung als Arzneimittel auf — trotz zuvor positiv verlaufender Tierversuche und klinischer Studien. Ob ein Arzneimittel im Individuum unerwünschte Nebenwirkungen hat, lässt sich in Zukunft möglicherweise mit individualisierten Gewebekulturen testen. Diese neuen Testverfahren sind somit als wesentliche Vorstufen zu klinischen Studien zu sehen, da sie die genetische Vielfalt der möglichen Patienten besser berücksichtigen können. Gewebekulturen in dreidimensionaler Form werden deshalb voraussichtlich an die Stelle der heute noch üblichen Tierversuche treten.
Hierzu sind Kultivierungs- und Bioreaktorsysteme nötig, mit denen sich solche 3D-Kulturen über einen längeren Zeitraum kultivieren und funktionell charakterisieren lassen (Abbildung 4).7 Ziel sind neue Testverfahren auf der Basis menschlichen Gewebes. Solche Testverfahren könnten viele Probleme lösen, die es in der Wirkstofftestung heute noch gibt. Insbesondere unter dem Gesichtspunkt des Verbraucher- und Patientenschutzes wären diese neuen Verfahren ein Fortschritt.


<h2>— — — QUERGELESEN</h2>
Es ist für die Bioprozesstechnik immer noch schwierig, Zellen zu kultivieren. Trotz allen Erfahrungen und Fortschritten bleibt dies ein langwieriger und empirischer Prozess.
Das Tissue Engineering, ein Teilgebiet der regenerativen Medizin, züchtet Zellen, um zerstörtes oder funktionsgestörtes Gewebe oder Organe wiederherzustellen.
In der Wirkstofftestung könnten 3D-Zellkulturen helfen, Tierversuche zu vermeiden und Tests spezifischer und kostengünstiger zu gestalten.


— — — Ralf Pörtner, Jahrgang 1958, ist Privatdozent an der TU Hamburg-Harburg, Institut für Bioprozess- und Biosystemtechnik, und Mitkoordinator des dortigen Forschungsschwerpunktes ”Regeneration, Implantate und Medizintechnik“ sowie Sprecher der Forschungsgruppe ”Tissue Engineering“. Er koordiniert zudem den Studiengang ”Bioverfahrenstechnik“. Nach dem dem Studium der Chemietechnik und der Promotion im Jahr 1989 in Dortmund, ist er seit 1990 Oberingenieur und Leiter der Arbeitsgruppe ”Zellkulturtechnik und Tissue Engineering“ an der TU Hamburg-Harburg. 1997 wurde er habilitiert.



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1 

R. Pörtner, <source>Reaktionstechnik der Kultur tierischer Zellen, <publisher-name>Shaker</publisher-name>, (1998).
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2 


H.-G. Schlegel, 
H. W. Doelle, 
A. Fiechter, 
H. Yamada, 
S. Shimizu, 
Th. Becker, 
D. Breithaupt, 
C. Kasper, 
A. Liese, 
St Lütz;,
R. Pörtner, 
D. Sell, 
F. Stahl, 
K Suck, 
R. Ulber, 
J. Wegener, 
K. Würges;, 
H. Zorn, 
<source>Biotechnology. In: Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry,
doi: 10.1002/14356007.a04_107.pub2.
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<li>
3 

 
R. Eibl, 
D. Eibl, 
R. Pörtner;, 
G. Catapano, 
P. Czermak, 
<source>Cell and Tissue Reaction Engineering, <publisher-name>Springer</publisher-name> 
2008. ISBN 978—3—540—68175—5.
</li>
<li>
4 

 
V. Hass, 
R. Pörtner, 
<source>Praxis der Bioprozesstechnik. 
<publisher-name>Spektrum Akademischer Verlag</publisher-name> 2009, ISBN:
978—3—8274—1795—4.
</li>
<li>
5 

 
R. Pörtner, 
C. Goepfert, 
K Wiegandt, 
R. Janssen, 
E. Ilinich, 
H. Paetzhold, 
E. Eisenbarth, 
M. Morlock, 
<source> Technical Strategies to Improve Tissue Engineering of Cartilage Carrier
Constructs — A Case Study. In: Bioreactor Systems for Tissue Engineering;
Series: Advances in Biochemical Engineering / Biotechnology (Hrsg.:
C. Kasper, M. van Griensven, R. Pörtner ), 
(2009), 
112, ISBN: 978—3—540—69356—7.
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<li>
6 

 
U. Marx, 
V. Sandig, 
<source>Drug testing in vitro, <publisher-name>Wiley-VCH Verlag</publisher-name>, 
<publisher-loc>Weinheim</publisher-loc> 
(2007).
</li>
<li>
7 

 
R. Pörtner, 
Ch. Giese, 
<source>Overview on bioreactor design, prototyping and in process controls for
reproducible three dimensional tissue culture. In: Drug testing in vitro
(Hrsg.: U. Marx, V. Sandig), 
<publisher-name>Wiley-VCH Verlag</publisher-name>, <publisher-loc>Weinheim</publisher-loc> 
(2007).
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Artikel

Eine Membran für Ethanol

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